中华预防医学杂志    2017年11期 三(2-氯乙基)磷酸酯对SD大鼠的肝肾毒性作用的代谢组学研究    PDF     文章点击量:118    
中华预防医学杂志2017年11期
中华医学会主办。
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杨伟群 赵飞 李丽 房彦军
YangWeiqun,ZhaoFei,LiLi,FangYanjun
三(2-氯乙基)磷酸酯对SD大鼠的肝肾毒性作用的代谢组学研究
Metabolomics study of tris(2-chloroethyl) phosphate induced hepaotoxicity and nephrotoxicity in Sprague-Dawley rats
中华预防医学杂志, 2017,51(11)
http://dx.doi.org/10.3760/cma.j.issn.0253-9624.2017.11.017

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投稿日期: 2016-11-15
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三(2-氯乙基)磷酸酯对SD大鼠的肝肾毒性作用的代谢组学研究
杨伟群 赵飞 李丽 房彦军     
杨伟群 315800 宁波职业技术学院化工学院
赵飞 军事医学科学院卫生学环境医学研究所
李丽 军事医学科学院卫生学环境医学研究所
房彦军 军事医学科学院卫生学环境医学研究所
摘要: 目的  研究三(2-氯乙基)磷酸酯(TCEP)对大鼠肝肾毒性作用及其毒性机制。方法  将40只离乳21 d体重为(50±2.3)g的雌性SD大鼠按体重标记,采用随机数字表法分为对照组及低、中、高TCEP染毒组,每组10只,分别给予玉米油及50、100、250 mg·kg-1·d-1的TCEP,经口灌胃给药60 d,每天1次。于末次给药后处死动物,HE染色进行肝脏和肾脏的组织病理学观察,采集血样进行生化指标分析,比较TCEP染毒后大鼠肝脏和肾脏的病理变化;采用基于核磁共振(1H-NMR)技术的非靶标代谢组学方法,检测TCEP暴露后SD大鼠血液代谢物的变化。结果  病理切片显示,所有TCEP染毒组大鼠肝脏出现炎性细胞浸润及灶性坏死;肾间质灶性炎性细胞浸润,出现骨化钙化灶,高剂量染毒组有肾曲管瘤样增生的病理变化。低、中、高剂量TCEP染毒组的HDL-C分别为(1.7±0.09)、(1.5±0.07)、(1.3±0.1)μmol/L,均低于对照组[(1.9±0.2)μmol/L],P值均<0.05;胆碱酯酶(CHE)分别为(918±14.8)、(828±28.6)、(674±36.5)U/L,均低于对照组[(1 056±28.8)U/L],P值均<0.05;肌酐(CRE)含量分别为(29.8±4.6)、(28.9±5.3)、(25.8±6.2),均低于对照组[(30.2±3.9)μmol/L],P值均<0.05。高剂量TCEP染毒组大鼠血清中谷丙转氨酶(ALT)、乳酸脱氢酶(LDH)、肌酸激酶(CK)、碱性磷酸酶(ALP)、总胆红素(TBIL)、葡萄糖(GLU)、尿酸(UA)含量均高于对照组(P值均<0.05)。1H-NMR代谢组学结果表明,TCEP暴露可使大鼠血液中乳酸、甘氨酸、HDL-C、LDL-C和磷脂酰胆碱含量下降,而N-乙酰糖蛋白、乙酸盐、肌酸、丙氨酸、葡萄糖、脂质、脂蛋白和脂肪酸等代谢产物含量上升。结论  TCEP可引起大鼠细胞内能量代谢紊乱,造成大鼠肝肾组织出现炎症细胞浸润和坏死等病变,使血清中ALT、ALP等肝肾损伤标志性酶活性含量发生改变。
关键词 :有机磷化合物;毒性作用;能量代谢;代谢组学
Metabolomics study of tris(2-chloroethyl) phosphate induced hepaotoxicity and nephrotoxicity in Sprague-Dawley rats
YangWeiqun,ZhaoFei,LiLi,FangYanjun     
School of Chemical Engineering, Ningbo Polytechnic, Ningbo 315800, China
Corresponding author: Yang Weiqun, Email: yangwq112@sina.com
Abstract:Objective  To discuss the potential toxic target organ and the toxic effects and mechanisms of tris (2-chloroethyl) phosphate (TCEP) on SD rats.Methods  40 female SD rats weaning from milk for 21 days, weighted (50±2.3)g were selected as subjects and marked by the weight. They were randomly divided into 4 groups, namely control group, 50 (L), 100 (M) and 250 (H) mg·kg-1·d-1 dose of TCEP group. Each group has 10 rats, and administrated the corresponding dose of drug or vehicle by mouth, quaque die for 60 days. All rats were sacrificed after the last administration. The livers and kidneys were dyed by HE for pathological observation; and the blood samples were collected to analyze the biochemical index. H1-Nuclear Magnetic Resonance (1H-NMR)-based metabolomics methods coupling with histopathogy examination were used to investigate the toxic effects of TCEP.Results  Inflammatory cell infiltration and hepatic necrosis were observed in the liver of TCEP-treated rats. Inflammatory cells invaded and calcification/ossification foci were also found in renal of TCEP-treated rats and tumor hyperplasia were existed in renal tubule in H group. The level of HDL-C in the L, M and H group were separately (1.7±0.09) , (1.5±0.07) and (1.3±0.1) μmol/L, which were all significantly lower than that of control group ( (1.9±0.2) μmol/L) (P<0.05) . The activity of cholinesterase (CHE) in the L, M and H group were separately (918±14.8) , (828±28.6) and (674±36.5) U/L, which were all significantly lower than that of control group ((1056±28.8) μmol/L) (P<0.05). Moreover, The level of creatinine (CRE) in the L, M and H group were separately (29.8±4.6) , (28.9±5.3) and (25.8±6.2) μmol/L, which were all significantly lower than that of control group ((30.2±3.9) μmol/L) (P<0.05). In the H group, the enzyme activities of alanine aminotransferase (ALT), lactate dehydrogenase (LDH), creatine kinase (CK), alkaline phosphatase (ALP) and the contents of total bilirubin (TBIL), glucose (GLU) and uric acid (UA) were all significantly higher than the results in control group. The results of 1H-NMR metabolomics showed that the contents of lactate, glycine, high-density lipoprotein, low-density lipoprotein and phosphatidylcholine in blood of rats would decrease by TCEP exposure, while N-acetylglycoprotein, acetate, alanine, glucose, lipids, lipoproteins and fatty acids would increase.Conclusion  TCEP caused disorders in endogenous energy metabolism, leading to the pathological changes of inflammatory cells infiltration and necrosis in liver and kidney, caused enzyme activity changes of ALT, ALP and the content changes of other liver and kidney injury-related markers.
Key words :Organophosphorus compounds;Toxic Actions;Energy metabolism;Metabolomics methods
全文

三(2-氯乙基)磷酸酯[tris(2-chloroethyl) phosphate, TCEP]作为一种重要的有机磷阻燃剂,已在多个生产领域中广泛应用,并逐渐替代了溴代阻燃剂的地位[1]。大气、土壤和水体环境介质以及室内外微环境,甚至人类尿样、脂肪组织、乳汁中均检测到TCEP的存在[2,3,4,5,6,7]。Stapleton等[5]报道称在波士顿粉尘中TCEP浓度高达60 μg/g,与多溴联苯醚(poly brominated diphenyl ethers, PBDEs)的暴露水平类似。虽然目前环境中TCEP的暴露浓度还未达到致害水平,但鉴于TCEP在环境中的不易降解性,其暴露水平在环境和生物介质中将会逐年增加,已引起环保组织及各国政府的重视和警惕。
        TCEP具有内分泌干扰毒性、神经毒性、发育毒性以及致癌性等[2,3,4],且能有效抑制PC12神经细胞DNA合成,增强氧化应激反应,改变神经系相关基因和蛋白的表达[8,9,10]。长期暴露TCEP增加了大鼠患肝脏、肾脏和脑部肿瘤的风险[11]。但是,鲜有从整体水平对TCEP暴露所导致的机体代谢产物变化特征的研究。本研究采用不同剂量的TCEP分别染毒雌性SD大鼠,分析研究TCEP染毒对大鼠肝脏肾脏的毒性影响,采用基于核磁共振(H1-Nuclear Magnetic Resonance, 1H-NMR)技术的非靶标代谢组学方法,通过检测TCEP暴露后SD大鼠血液代谢物的变化,确定毒性作用靶点和肝肾损伤标志物,为更好地评价TCEP毒性作用机制提供数据支持。

材料与方法  

1.实验动物选择与分组:  离乳21 d体重为(50±2.3)g的SD雌性大鼠40只,由军事医学科学院卫生学环境医学研究所实验动物中心提供[许可证号:SCXK-(军)2014-0001],饲养于清洁级动物房内,适应性喂养1周。按体重标记后采用随机数字表法分为对照和低、中、高剂量组4组,每组10只。

2.仪器与试剂:  血生化分析仪(7020型号,日本日立公司),氮吹仪(DB-3D,德国TECONEDriBlock公司),光学显微镜(SZY-SW04,日本OLYMPUS公司),INOVA 600 MHz超导核磁共振谱仪(INOVA 600,美国Varian, Inc公司),真空冷冻干燥机(FD-1A-50,美国LABCONCO公司),重水(美国Cambridge Isotope Laboratories公司),TCEP(CAS: 115-96-8,美国sigma-aldrich公司),3-三甲基硅烷基-2,2,3,3-四氘代丙酸钠(美国TSP公司)。甲醛、乙醇(中国天津化学试剂厂)为分析纯。

3.染毒方法:  本实验以WHO提出的剂量(分别以44、88、175 mg·kg-1·d-1染毒两年)为参照[14],同时结合预实验的结果,确定分别给予低、中、高剂量组50、100和250 mg·kg-1·d-1的TCEP暴露,实验中以玉米油作为溶剂对照。于每天清晨7~9时给大鼠进行经口灌胃给药,连续给药60 d,每只大鼠给药体积为10 ml/kg。染毒过程中低、中剂量染毒组大鼠未发现任何异常,高剂量染毒组在染毒40 d左右时偶尔发现有小便失禁的情况。

4.大鼠血液及组织样本收集:  在染毒结束后,用7%的水合氯醛(注射剂量为3 ml/kg)腹腔注射麻醉动物,主动脉采血置于含肝素钠抗凝剂的采血管中,3 000×g离心10 min,每只大鼠收集1.5 ml血浆冻存于-80 ℃冰箱中。每组按抽签法随机选取2只大鼠,待采集完血液后迅速解剖,于冰上摘除每只大鼠同一解剖学部位的肝脏和肾脏组织,生理盐水清洗后用滤纸擦拭。用4%的甲醛溶液固定至少48 h,作为病理检查的组织样本。

5.病理检查及生化指标检测:  (1)将固定好的组织样本进行包埋、切片(厚度约为4~5 mm)后,用HE进行染色,在光学显微镜下观察肝肾组织病理改变并选取有代表性的视野进行拍照。(2)血液样本于4 ℃条件下静置2 h后,4 ℃,3 500×g离心10 min,取上清采用日本日立7020血生化分析仪进行生化检测,指标包括:谷丙转氨酶(alanine aminotransferase,ALT)、碱性磷酸酶(alkaline phosphatase,ALP)、胆碱酯酶(cholinesterase,CHE)、肌酸激酶(creatine kinase,CK)和乳酸脱氢酶(lactate dehydrogenase,LDH)以及总胆红素(total bilirubin,TBIL)、尿酸(uric acid,UA)、肌酐(creatinine,CRE)、葡萄糖(glucose,GLU)、TC和HDL-C等。

6.血液代谢产物的1H-NMR实验:  参照刘喜红等[12]的实验方法,离心管中分别依次加入100 μl重水溶液(1 mg/ml)、300 μl血浆以及200 μl重水(D2O),充分震荡混匀后于4 000×g离心10 min。取550 μl上清加入5 mm核磁共振管中待用。分别采用驰豫编辑脉冲序列(Carr-Purcell-Meiboom-Gill,CPMG)和扩散编辑脉冲序列(Longitudinal Eeddy-Delay,LED)采集血浆样本的数据,观测血浆中的小分子代谢物和脂类代谢产物。

7.统计学分析:  血生化实验数据由Excel导入SPSS 19.0软件进行统计分析,大鼠血清中ALT、ALP、CK、LDH、CHE、TBIL、HDL、GLU、CRE、UA含量为正态分布,用±s表示。所得的1H-NMR数据按照文献[12]的方法进行多元统计学分析。对1H-NMR数据经傅立叶变换后得到各分子对应的核磁共振波谱图,然后对谱图调整相位并进行基线校正。对CPMG数据在0.4~4.4范围内的波谱按照每段0.01×10-6进行分段积分;对LED数据在0.0~6.0范围内的波谱按照每段0.04×10-6进行分段积分。积分后数据通过SIMCA-P+软件(V 10.04)分别采用正交信号偏最小二乘法(orthogonal signal correction-partial least squares,OSC-PLS)和偏最小二乘判别分析法(partial least squares discriminant analysis,PLS-DA)进行模式识别主成分分析。其中scores plot是公共因子(或主成分)得分图,用于判别各组主成分之间的分布。loadings plot是因子负荷(载荷)系数图,用于判定和筛选差异的代谢产物。采用单因素方差分析比较4组大鼠肝肾功能各指标差异,采用Dunnett-t及Dunnett's T3检验比较对照组与各剂量之间肝肾功能各指标的差异,以P<0.05为差异有统计学意义。

结果  

1.组织病理检查结果:  HE染色结果可以发现TCEP染毒组大鼠肝脏和肾脏组织均出现不同程度的病理损伤。(1)肝脏病理结果如图1所示,对照组大鼠肝脏组织未见异常。低剂量染毒组肝脏偶见小静脉旁炎细胞浸润。中、高剂量染毒组肝组织可见大量炎细胞浸润,肝灶性坏死。(2)肾脏病理结果如图2所示,对照组大鼠肾脏组织未见异常。低剂量染毒组肾脏可见部分曲管玻璃样变。中剂量染毒组可见肾间质灶性炎细胞浸润,出现骨化灶。高剂量染毒组可见肾曲管腺瘤样增生,出现钙化灶。

图1不同浓度三(2-氯乙基)磷酸酯对大鼠肝脏的影响(400×,HE染色)
图2不同浓度三(2-氯乙基)磷酸酯对大鼠肾脏的影响(400×,HE染色)

2.血生化结果:  其中与肝脏相关的指标有ALT、ALP、CK、LDH和CHE,与肾脏相关的指标有TBIL、HDL-C、GLU、CRE和UA。TCEP染毒后,与肝脏功能密切相关的酶活性变化如表1所示。中、高剂量组ALT、LDH活性高于对照组(P<0.05),高剂量组ALP活性高于对照组(P<0.01),所有TCEP染毒组CK活性均高于对照组(P值均<0.05),所有TCEP染毒组CHE活性均低于对照组(P值均<0.05)。与肾脏功能密切相关的生物标志含量变化如表2所示,中高剂量组TBIL高于对照组(P<0.05),高剂量组GLU高于对照组(P<0.05),高剂量组CRE低于对照组(P<0.05),所有TCEP染毒组UA均高于对照组(P<0.05),所有TCEP染毒组HDL-C均低于对照组(P<0.05)。

表1不同剂量组SD大鼠肝功能相关酶活性比较(U/L,±s
表2不同剂量组SD大鼠肾功能相关生物标志含量变化比较(μmol/L,±s

3.血浆1H-NMR图谱模式识别与多元统计学分析结果:  (1)血浆1H-NMR代谢组学CPMG实验结果:如图3A图3B所示,对照组与各染毒组的样本分布于不同象限内,不同组间样本分布没有出现重合的情况,说明4组之间代谢物的主成分差异比较明显,能够被更好地识别和鉴定。根据loadings plot图结合1H-NMR图谱分析,组间差异较大的物质主要有乳酸、N-乙酰糖蛋白、丙氨酸、乙酸盐、葡萄糖、肌酸和甘氨酸。乳酸和甘氨酸含量在所有TCEP染毒组均低于对照组,而N-乙酰糖蛋白、乙酸盐、肌酸含量在所有TCEP染毒组均高于对照组,中、高剂量TCEP染毒组丙氨酸和葡萄糖高于对照组。各组间主要内源性代谢物的变化如表3所示。(2)血浆1H-NMR代谢组学LED实验结果:结果如图3C图3D所示。对照组与所有染毒组的样本分布于不同象限内,不同组间样本分布没有出现重合,4组之间代谢物差异比较明显,能够被更好地识别和鉴定。组间差异较大的大分子物质主要有脂蛋白(包括HDL-C、LDL-C和极低密度脂蛋白)、脂质、脂肪酸、不饱和脂肪酸和磷脂酰胆碱。所有TCEP染毒组脂质、脂蛋白和脂肪酸含量均高于对照组。所有TCEP染毒组HDL-C、LDL-C和磷脂酰胆碱含量均低于对照组。各组主要差异物质的浓度变化如表4所示。

表3大鼠血浆1H-NMR代谢组学CPMG实验结果
表4大鼠血浆1H-NMR代谢组学LED实验结果
图340只大鼠血浆代谢物OSC-PLS和PLS-DA多元统计分析scores plot和loadings plot图

讨论  肝脏是机体对外源性化合物进行代谢、解毒和排泄的重要器官,而肾脏能够排泄体内代谢的各种废物,维持机体钠、钾、钙等电解质的稳定及酸碱平衡[13]。TCEP作为一种重要的有机磷阻燃剂,其使用量逐年增加,因此探讨TCEP的毒理性质有助于进一步认识其对环境的潜在危害。TCEP化学特性为黏稠油状液体,因此本研究选用玉米油为对照,同时为了确保受试动物实际染毒剂量与设定剂量一致,尽量避免实验操作造成的误差,染毒方式采用常规经口灌胃的方法。本研究结果发现,高剂量TCEP染毒不仅可以引起大鼠肝脏炎症细胞浸润并出现灶性坏死的病理改变,还能导致大鼠肾脏组织肾间质灶性炎细胞浸润,出现骨化灶,尤其在高剂量TCEP染毒组可见肾曲管腺瘤样增生,出现钙化灶。相关研究报道,TCEP对大鼠的急性毒性半数致死量(median lethal dose,LD50)为1 150 mg/kg,而对小鼠的最小有作用剂量(lowest observed effect level,LOEL)为700 mg/kg;用44、88、175 mg·kg-1·d-1的TCEP对大鼠进行重复染毒实验,可引起大鼠全身性毒性[14]。700 mg/kg的TCEP对小鼠染毒16周,发现小鼠肝脏和肾脏重量上升,肾小管上皮细胞增生等病理性改变[15]。本研究结果发现,ALT、LDH、CK和ALP这些酶活性在TECP染毒组均升高,而CHE酶活性在所有TCEP染毒组均下降。另外TCEP染毒的大鼠血液中TBIL、GLU和UA含量均升高,而CRE和HDL含量在所有TCEP染毒组均下降。血液中ALT升高标志着肝功能的异常,而ALP、LDH活性的升高,则揭示出肝脏和肾脏可能出现病变。血生化和病理结果说明,TCEP可以对大鼠的肝肾组织造成明显的病理性损伤,影响大鼠肝肾脏器正常生理功能。
        1H-NMR代谢组学研究结果发现,TCEP暴露可使大鼠血液中乳酸、甘氨酸、HDL-C、LDL-C和磷脂酰胆碱含量下降,而NAc1 N-乙酰糖蛋白、NAc2 N-乙酰糖蛋白、乙酸盐、肌酸、丙氨酸、葡萄糖、脂质、脂蛋白和脂肪酸等代谢产物含量上升。葡萄糖和糖原酵解所产生的乳酸都是属于机体的能源物质,乳酸脱氢酶是一种糖酵解酶,而乙酰糖蛋白能够抵抗蛋白酶水解,这些生化过程均与肝脏代谢功能密切相关[16]。TCEP染毒组大鼠血液中乳酸水平下降,而葡萄糖水平和LDH酶活性升高,更多的谷氨酸被转化为丙氨酸,造成体内丙氨酸水平升高。这可能说明TCEP染毒组大鼠的肝肾细胞内糖酵解代谢出现异常。肌酸为机体提供营养和能量,而CK与细胞内能量运转、肌肉收缩、ATP再生等过程密切相关[17]。脂肪酸是中性脂肪、磷脂和糖脂的主要成分,包括长链脂肪酸、不饱和脂肪酸等,其分解产生ATP为机体提供能量和维持机体营养平衡[18]。TCEP染毒组CK酶的活性、肌酸、不饱和脂肪酸的水平均高于对照组,可能是由于染毒组大鼠肝肾细胞内能量消耗加速,而ATP合成受阻,造成了线粒体能量代谢障碍。如果细胞内能量代谢长期处于紊乱状态,就会对细胞造成不可逆损伤,如肝细胞长期能量代谢异常会引起脂肪性变,容易导致脂肪肝,而重度脂肪肝可造成肝硬化、坏死。能量代谢异常是肾小管细胞凋亡的常见原因之一,造成肾小管间质性肾炎等疾病。甘氨酸是重要的非必需氨基酸,又是抑制性神经递质[19]。甘氨酸含量在TCEP染毒组下降,可能会造成大鼠神经兴奋,而TCEP如果干扰大鼠脑内能量代谢过程,也会引起机体情绪和精神状态异常。
        TCEP能够对肝肾组织造成一定毒性作用,肝肾组织可能为TCEP潜在的毒性靶器官。TCEP可能引起大鼠细胞内能量代谢紊乱,从而造成大鼠肝肾组织出现炎症细胞浸润和坏死等病变,使血清中ALT、ALP等肝肾损伤标志性酶活性含量改变。本研究以TCEP暴露与机体代谢产物通路变化之间的联系为切入点,结合1H-NMR代谢组学的研究方法,为进一步深入研究TCEP诱导的毒性作用的相关机制,提供了一个新的研究思路。本研究的不足之处在于相对定量代谢组学方法不能很好地反映TCEP剂量与毒性效应之间的关系,在今后的研究中应考虑运用绝对定量代谢组学技术进一步阐述TCEP剂量与毒性效应之间的关系。

参考文献
[1]高立红, 厉文辉, 史亚利, 等.有机磷酸酯阻燃剂分析方法及其污染现状研究进展[J].环境化学, 2014,33(10):1750-1761.
[2]van der VeenI, de BoerJ. Phosphorus flame retardants: properties, production, environmental occurrence, toxicity and analysis[J]. Chemosphere, 2012,88(10):1119-1153. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2012.03.067.
[3]ReemtsmaT, WeissS, MuellerJ, et al. Polar pollutants entry into the water cycle by municipal wastewater: a European perspective[J]. Environ Sci Technol, 2006,40(17):5451-5458.
[4]LiJ, YuN, ZhangB, et al. Occurrence of organophosphate flame retardants in drinking water from China[J]. Water Res, 2014,54:53-61. DOI: 10.1016/j.watres.2014.01.031.
[5]StapletonHM, MisenheimerJ, HoffmanK, et al. Flame retardant associations between children's handwipes and house dust[J]. Chemosphere, 2014,116:54-60. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2013.12.100.
[6]CaoS, ZengX, SongH, et al. Levels and distributions of organophosphate flame retardants and plasticizers in sediment from Taihu Lake, China[J]. Environ Toxicol Chem, 2012, 31(7): 1478-1484. DOI: DOI: 10.1002/etc.1872.
[7]MaY, CuiK, ZengF, et al. Microwave-assisted extraction combined with gel permeation chromatography and silica gel cleanup followed by gas chromatography-mass spectrometry for the determination of organophosphorus flame retardants and plasticizers in biological samples[J]. Anal Chim Acta, 2013,786:47-53. DOI: 10.1016/j.aca.2013.04.062.
[8]ChenG, JinY, WuY, et al. Exposure of male mice to two kinds of organophosphate flame retardants (OPFRs) induced oxidative stress and endocrine disruption[J]. Environ Toxicol Pharmacol, 2015,40(1):310-318. DOI: 10.1016/j.etap.2015.06.021.
[9]TaN, LiC, FangY, et al. Toxicity of TDCPP and TCEP on PC12 cell: changes in CAMKII, GAP43, tubulin and NF-H gene and protein levels[J]. Toxicol Lett, 2014,227(3):164-171. DOI: 10.1016/j.toxlet.2014.03.023.
[10]MatthewsHB, EustisSL, HasemanJ. Toxicity and carcinogenicity of chronic exposure to tris(2-chloroethyl) phosphate[J]. Fundam Appl Toxicol, 1993,20(4):477-485.
[11]SunL, XuW, PengT, et al. Developmental exposure of zebrafish larvae to organophosphate flame retardants causes neurotoxicity[J]. Neurotoxicol Teratol, 2016,55:16-22. DOI: 10.1016/j.ntt.2016.03.003.
[12]刘喜红, 孙波, 刘海洪, 等.基于1H-NMR早产儿呼吸窘迫综合征的代谢组学研究[J].中国儿童保健杂志,2011,19(2):104-107.
[13]王娟(综述), 杨朝武(审校).传统方法及MRI功能成像评价肾功能研究进展[J].现代医药卫生,2015,(2):220-223. DOI: 10.3969/j.issn.1009-5519.2015.02.022.
[14]WHO. Environmental Health Criteria 209: Flame retardants: Tris(chloropropyl) phosphate and tris(2-chloroethyl) phosphate [EB/OL].[2016-11-01]. http://www.who.int/ipcs/publications/ehc/who_ehc_209.pdf.
[15]MatthewsHB, DixonD, HerrDW, et al. Subchronic toxicity studies indicate that tris(2-chloroethyl)phosphate administration results in lesions in the rat hippocampus[J]. Toxicol Ind Health, 1990,6(1):1-15. DOI: 10.1177/074823379000600101.
[16]WangH, WangL, ZhangH, et al. 1H NMR-based metabolic profiling of human rectal cancer tissue[J]. Mol Cancer, 2013,12(1):121. DOI: 10.1186/1476-4598-12-121.
[17]BessmanSP, CarpenterCL. The creatine-creatine phosphate energy shuttle[J]. Annu Rev Biochem, 1985,54:831-862. DOI: 10.1146/annurev.bi.54.070185.004151.
[18]LanMJ, McLoughlinGA, GriffinJL, et al. Metabonomic analysis identifies molecular changes associated with the pathophysiology and drug treatment of bipolar disorder[J]. Mol Psychiatry, 2009,14(3):269-279. DOI: 10.1038/sj.mp.4002130.
[19]BarryJS, AlanWB, MichaelDM. Metabolism and functions of gamma-aminobutyric acid [J]. Trends in Plant Science, 1999, 4(11): 446-452. DOI: 10.1016/S1360-1385(99)01486-7.